（３）实验申请、计划方案、动物管理、善后等需得到本单位实验动物管理委员会（或实验动物道德委员会、实验动物伦理委员会等）的书面批准并存档。
（４）除非因伤病不能治愈而备受煎熬者，猿类灵长类动物原则上不予处死，实验结束后单独饲养，直至自然死亡。
（５）饲养、运输、处死等过程须符合科技部善待实验动物的指导性意见要求。
３７５．常用实验动物如何抓取固定？
（１）大、小鼠的抓取固定法：
１）小鼠的抓取固定方法：先用右手抓取鼠尾并提起，置于鼠盒的笼盖或实验台上向后拉，在其向前爬时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿。也可用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指、食指和中指按住其耳后颈背部皮肤亦可，适宜做灌胃，皮下、肌肉、腹腔注射等实验操作。
２）大鼠的抓取固定方法：基本上与抓取小鼠相同。轻轻抓住鼠尾根部，将大鼠提起置于鼠盒笼盖上，迅速用左手拇指和食指掐住鼠耳后下方，固定其头部，不得让其转动，余下二指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心，右手即可进行腹腔、肌肉、皮下注射与灌胃或各种实验操作。
注意不用袭击方法抓取大鼠，否则易被咬伤。解剖手术和心脏采血，可先麻醉动物，取背卧位，再用细绳活结或大头针将鼠前后肢分别固定在板上。尾静脉注射或采血时，可用鼠静脉注射架固定，先选择合适固定架，打开鼠筒盖，将鼠尾提起，鼠身放入固定架，露出尾巴，盖好筒盖，即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
（２）豚鼠的抓取固定法：基本上与大鼠相同，只是由于豚鼠较胆小，易受惊，所以抓取时必须稳、准和迅速。可先用一手迅速抓住鼠背肩胛上方，用力下压固定后，以拇指和食指环握颈部，用另一只手托住臀部即可。
（３）家兔的抓取固定法：抓取家兔一般用右手抓住兔颈部的毛皮，并提起，用左手托其臀部或腹部，让其身体重量的大部分集中在左手上。注意不能用手抓双耳或腹部，以免损伤动物。家兔的固定分为盒式、台式两种。如做兔耳血管注射和兔耳采血时，可用盒式固定；如做呼吸、血压测定试验和手术时，则可用台式固定。其方法是将家兔固定在兔台上，四肢用粗棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳子绑在兔台四周的固定栓上，头用固定夹固定，或用一根粗棉绳兜住兔的切齿，绑在兔固定台铁柱上。
（４）狗的抓取固定法：毕格狗能主动配合实验人员，抓取动物时要温柔，一般不会攻击人。抓取杂种狗时，为了防止其咬人，最好首先让饲养员帮助绑住狗嘴，或先轻轻抚摸其颈背部然后将布带引到头后，颈项部再打两个结，这样就将狗嘴捆绑住了，注意松紧要适度。
如狗过于凶猛，则可先用狗头钳夹住其颈部，将狗按倒在地，再绑扎其嘴。狗的固定也可先将狗麻醉后，采用头部固定和四肢固定法。头部固定可用一圆铁圈的狗头固定器，圈中央有一弓形铁，与螺丝棒相连，下面有一根平直铁闩，操作时，先将狗舌拉出，把狗嘴插入固定的铁圈内，再用平直铁闩横贯于尖牙后部的上下颌之间，然后向下旋转螺丝棒，使弓形铁逐渐下压在狗的下颌骨上，把铁柄固定在实验台的铁柱上即可。四肢固定法与家兔相同。
３７６．实验动物的常用编号方法有哪些？
常用编号方法有：
（１）染色法：染色标记法是用毛笔或棉签蘸取化学药品，在实验动物体表不同部位涂上斑点，以示不同编号。常用染液：３％～５％的苦味酸溶液（黄色）；０．５％的中性品红溶液（红色）；２％的硝酸银溶液（咖啡色）。此法适用于大鼠、小鼠、豚鼠等动物的编号。染色法的缺点在于若实验时间较长，颜色可自行消褪，再加上动物之间互相摩擦，尿、水浸湿被毛等原因，均可使编号不清。编号的原则是“先左后右、先上后下”，用单一颜色可标记１～１０号，若用两种颜色的染液配合使用，其中一种颜色代表个位数，另一种代表十位，可编到９９号。
（２）断指（趾）标记法：新生仔可根据前肢４指，后肢５趾的切断位置来标记，后肢从左到右表示１～１０号，前肢从左到右表示２０～９０号，１１～１９用切断后肢最右趾加后肢其他相应的１～９号来表示。切断指（趾）时，应切断其１段指骨，不能只断指尖，以防伤口痊愈后辨别不清。
（３）耳缘剪孔法：耳缘剪孔标记是在耳边缘剪出不同的缺口或打出小孔进行编号的方法。此法适用于大鼠、小鼠、豚鼠等动物的编号。在剪缘或打孔后用消毒滑石粉抹于局部，以利愈合后辨认。
（４）挂牌法：挂牌法是用金属制作的号牌固定在实验动物的耳上或颈部的编号方法，适用于猫、犬、猴、鸡等动物编号。此法缺点在于挂牌可使动物感到不适，动物会扑搔抓号牌而使耳等部位损伤。
（５）烙印法：烙印法是用烙钳将号码烙压在犬等大中型实验动物无体毛或明显部位。
大、小鼠等小动物可用刺数钳在耳上刺上号码，然后用棉签蘸取溶于酒精中的黑墨涂抹。
３７７．实验时如何去除动物的被毛？
去除动物被毛的方法有：
（１）剪毛法：剪毛法是急性实验中最常用的方法。剪毛时应注意：剪刀贴紧皮肤，依次剪毛，必要时用拇指和食指拉紧皮肤再剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤。
（２）拔毛法：拔毛法适用于家兔耳缘静脉注射或采血。此法是用拇指和食指将毛拔除。
（３）剃毛法：大动物做慢性手术时常用剃毛法。剃毛时，先用刷子蘸肥皂水将剃毛部位的被毛充分浸润透，再用剃毛刀剃毛。
（４）脱毛法：脱毛法是常用的方法，做大型动物无菌手术时使用，也常用于大鼠、兔等局部皮肤刺激性试验。此法是用脱毛剂脱去动物的被毛。使用脱毛剂前可先将被毛剪短，然后用棉球或纱布块蘸取脱毛剂（８％硫化钠）在脱毛部位涂成薄层，２～３分钟后，用温水清洗，用纱布擦干，再涂上一层油脂。
３７８．动物实验的常用麻醉方法和麻醉药物有哪些？
麻醉的目的是消除实验动物在实验过程中的疼痛和不适感，以利实验者操作，确保动物实验顺利进行。
（１）全身麻醉：
１）吸入法：采用乙醚、氯仿等挥发性麻醉剂吸入麻醉，适用于各种实验动物。小动物如大鼠、小鼠可将头部放入蘸有乙醚棉球的广口瓶或干燥器内，数分钟即可。如实验过程较长，可在其鼻部放棉花或纱布，不时滴加乙醚维持，也可用乙醚先麻醉后再用非挥发性麻醉剂维持麻醉。较大动物可用麻醉口罩滴药法。在给药过程中，如果发现动物的角膜反射消失，瞳孔突然放大，应立即停止麻醉。如果呼吸停止，可进行人工呼吸，并配以咖啡因、可拉明等苏醒剂，待恢复自主呼吸后再进行实验。因乙醚易引起上呼吸道分泌物增多，导致窒息，可先注射阿托品预防。
２）腹腔和静脉给药麻醉法：常用戊巴比妥钠、硫喷妥钠等巴比妥类药物或水合氯醛、氨基甲酸乙酯等。用腹腔或静脉注射麻醉，操作简便，是常用的方法。大鼠、小鼠、豚鼠常用腹腔给药麻醉；兔、犬、猴等多用静脉给药麻醉。此法主要用于需麻醉２小时以上的实验，麻醉过程较平稳，但麻醉深度和使用剂量较难掌握和控制，一旦过量可引起血压下降和呼吸抑制等。
（２）局部麻醉：局部麻醉方法很多，有表面麻醉、浸润麻醉和阻断麻醉等，使用最多的是浸润麻醉。常用的浸润麻醉药是１％盐酸普鲁卡因，此药安全有效、吸收快、显效快，但失效也快。施行浸润麻醉时，先将动物抓取固定好，再将进行实验操作的局部皮肤区域，用皮试针头作皮内注射，然后换局部麻醉长针头，由皮点进针，放射到皮点四周，继续注射，直至要求麻醉区域的皮肤都被浸润为止。根据实验操作要求的深度，可按皮下、筋膜、肌肉、腹膜或骨膜的顺序，依次分别注入麻药，以达到浸润神经末梢的目的。每次注药前，应回抽，以防药液误注于血管内。
３７９．动物实验中如何经口给药？
经口给药又可分为灌胃法和口服法，灌胃法是指经口将药物直接送到胃部，口服法通常是指药物先进入口腔中，再吞咽进入食道和胃部。两者有所区别。
（１）灌胃法：此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。①鼠类：鼠类的灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的右口角插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到达膈肌位置。灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食道或误入气管。②兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管（常用导尿管代替）从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。
（２）口服法：口服给药是把药物混入饲料或饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。
３８０．动物实验中如何静脉注射给药？
（１）小鼠和大鼠：常采用尾静脉注射。注射时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内，尾部用４５～５０℃的温水浸润几分钟或用７５％酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并使表皮角质软化。以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠尾，右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平等的角度进针，从尾末端处刺入，注入药液，如无阻力，表示针头已进入静脉。
（２）豚鼠：可采用前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉注射或耳缘静脉注射。
（３）家兔：一般采用耳缘静脉注射。注射时先将家兔用固定盒固定，拔去注射部位的毛，用酒精棉球涂擦耳缘静脉，并用手指弹动或轻轻揉擦兔耳，使静脉充血，然后用左手食指和中指压住耳根端，拇指和小指夹住耳边缘部，以无名指放在耳下作垫，右手持注射器尽量从静脉末端刺入血管，注入药液。注射后，用纱布或脱脂棉压迫止血。
（４）犬：常采用前肢内侧皮下头静脉或后肢外侧小隐静脉注射。注射部位除毛消毒后，在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧（或用手握紧）使血管充盈，从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入，回抽针栓，如有回血，放松对静脉近端的压迫，将药液缓缓注入。
（５）猴：猴常在小隐静脉、皮下静脉或股静脉注射，注射方法与犬静脉注射法基本相同。
（６）鸡：可采用翼下静脉注射。
（７）猪：可在耳静脉、颈静脉注射。
３８１．动物实验中除了静脉注射给药，还有什么其他注射给药方法？
其他还有多种注射给药方法，如皮下、皮内、肌内、腹腔、鞘内注射等方法。
（１）皮下注射：一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛间、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮下注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。
皮下注射时用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，使针头水平刺入皮下，推送药液使注射部位隆起。拔针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。
（２）皮内注射：将注射部位脱毛、消毒，用左手拇指和食指压住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用皮试针头紧贴皮肤表层刺入皮内，然后向上挑起并再稍刺入，即可缓慢注射，皮肤表面出现白色橘皮样隆起，若隆起可维持一定时间，则证明药液确实注射在皮内。
（３）肌内注射：肌内注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌内注射；犬、猴等大型动物选臂部注射。
注射时针头宜垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。
（４）腹腔注射：给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位，使内脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针尖稍向前，再将注射器沿４５度角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。兔、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，使其腹部朝上，实验者即可进行操作。家兔的注射位置是：下腹部近腹白线左右两侧１ｃｍ处；犬的注射位置是：脐后腹白线两侧边１～２ｃｍ处。
３８２．常用实验动物的给药容量是多少？
不同种类的实验动物一次给药时能耐受的最大容量不同，灌胃太多时易导致胃扩张，静脉给药容量过多时易导致心力衰竭和肺水肿。现将不同种类实验动物一次给药最大耐受容量列于表中，以供参考（表５１）。
３８３．常用实验动物如何采血？
（１）小鼠和大鼠：①剪尾采血：需血量较少时常用此法。先将动物固定，将鼠尾浸在４５℃左右温水中几分钟或用酒精棉球涂擦鼠尾，使尾部血管充盈，剪去尾尖１～２ｍｍ（小鼠）或３～５ｍｍ（大鼠），使血液顺血管壁自由流入试管或用血红蛋白吸管吸取。此法每只鼠一般可采血１０次以上，小鼠每次可取血０．１ｍｌ左右，大鼠可取血０．３～０．５ｍｌ；②眼眶后静脉丛采血：操作者一手固定小鼠或大鼠，食指和拇指轻轻压迫颈部两侧，使眶后静脉丛充血，另一只手持毛细采血管，以４５度角从内眼角刺入，并向下旋转，感觉刺入静脉丛后，再向外边退边吸，当得到所需血量后，放松加于颈部的压力，并拔出采血器。若技术熟练，此方法在短期内可重复采血，小鼠一次可采血０．２～０．３ｍｌ，大鼠可采血约０．５ｍｌ。如只进行一次取血，可采用摘眼球法；③股动脉采血：大量取血时常用此法。需手术分离股动脉，用注射器套上针头刺入血管取血或剪断股动脉用吸管吸取血样，小鼠的一次采血量可达０．５ｍｌ，大鼠可达２．０ｍｌ，操作时防止喷血。
此外，还可采取断头、心脏采血等方法进行采血。
（２）家兔：①耳缘静脉采血：采少量血时可用此法，是家兔最常用的采血方法。具体方法同耳静脉给药。此法一次可采血５～１０ｍｌ，可多次重复使用；②心脏采血：与豚鼠心脏采血法类似。心脏穿刺部位在第３肋骨间隙，胸骨左缘３ｍｍ处，每次可取血２０～２５ｍｌ。
（３）犬：①前肢内侧皮下头静脉和后肢外侧小隐静脉采血：此法最常用。由助手将犬固定，采血部位剪毛、消毒，实验者用左手拇指和食指握紧剪毛区上部或扎紧止血带，使远端静脉充血，右手用接有７号针头的注射器刺入静脉，左手放松，以适当速度抽血。一般一次可采血１０～２０ｍｌ；②颈静脉采血：大量或连续采血时，可采用颈静脉采血法。
（４）猴：①毛细血管采血：需血量较少时可经毛细血管采血。局部消毒后，刺破猴拇指或足跟等处即可采血；②静脉采血：需血量较大时采用静脉采血，最适部位是后肢皮下静脉及颈外静脉。
３８４．常用实验动物如何集尿？
（１）代谢笼法：此法较常用，适用于小鼠和大鼠的尿液采集。代谢笼是能将尿液和粪便分开而达到收集动物尿液目的的一种特殊装置。
（２）导尿法：此法常用于雄性兔、犬。动物轻度麻醉后，固定于手术台上，由尿道插入导管（顶端应涂抹液体石蜡），可以采到未污染的尿液。
（３）压迫膀胱法：此法适用于兔、犬等较大动物。将动物轻度麻醉后，实验者用手在动物下腹部加压，动作要轻柔而有力。当外加压力足以使膀胱括约肌松弛时，尿液会自动由尿道排出。
